Introducción
Las infecciones micóticas, especialmente las dermatofitosis, son un problema de salud pública persistente, particularmente en regiones tropicales y países en desarrollo, donde las condiciones climáticas y socioeconómicas favorecen su incidencia [1,2]. Etas afecciones, aunque generalmente superficiales, impactan de manera significativa la calidad de vida de los pacientes al afectar la piel, uñas y cabello, con prevalencias de hasta el 70 % en algunas regiones [2]. Entre los agentes etiológicos más comunes se encuentra Trichophyton rubrum, un hongo dermatofito responsable de infecciones crónicas y recurrentes en tejidos queratinizados, como uñas y piel, y cuyo tratamiento se ha vuelto más desafiante debido al incremento de resistencias antifúngicas [3,4].
El uso desmedido y la automedicación con antifúngicos sintéticos han contribuido al desarrollo de cepas resitentes, exacerbando la necesidad de buscar alternativas terapéuticas más eficaces y con menos efectos adversos [4]. En este contexto, las plantas medicinales se presentan como una opción prometedora, ya que proporcionan metabolitos secundarios con propiedades antimicrobianas y antifúngicas comprobadas [5–7]. Aloe vera (L.) Burn, conocida como sábila, es una especie de amplia distribución que históricamente ha sido utilizada en la medicina tradicional para tratar diversas afecciones dermatológicas infecciosas, debido a su contenido de compuestos bioactivos como flavonoides, saponinas y taninos [8].
Diversos estudios internacionales han explorado la actividad antifúngica de extractos de Aloe vera frente a diferentes microorganismos, demostrando resultados variables según el método de extracción y las concen-traciones empleadas [9–11]. En Perú, aunque se reconoce la biodiversidad y el uso tradicional de esta planta, los estudios científicos sobre su potencial antifúngico son limitados, particularmente en relación con Trichophyton rubrum [12,13]. La literatura disponible sugiere que el extracto etanólico de acíbar de sábila podría ser eficaz contra cepas específicas, pero se requiere mayor evidencia experimental que respalde su aplicación clínica y comparaciones con antifúngicos convencionales como el fluconazol [14].
Ante esta problemática, surge la necesidad de evaluar sistemáticamente el efecto del extracto etanólico de Aloe vera (L.) Burn sobre T. rubrum como una alternativa terapéutica potencial. Este estudio busca aportar conocimiento científico sobre el uso de recursos naturales en el tratamiento de infecciones micóticas, contribuyendo al desarrollo de opciones accesibles y de bajo costo para la población. El objetivo del estudio fue evaluar la actividad antifúngica in vitro del extracto etanólico de acíbar de Aloe vera (L.) Burn (sábila) sobre Trichophyton rubrum ATCC 28188.
Métodos
El estudio se realizó en el centro poblado Santa Catalina, ubicado en el distrito de Chichas, provincia de Condesuyos, región Arequipa, Perú, a una altitud de 1,927 msnm. Este lugar se caracteriza por su clima seco y templado, además de su biodiversidad y la utilización de recursos naturales en la medicina tradicional. Empero, los ensayos fueron ejecutados en el laboratorio de la escuela de Farmacéuticas y Bioquímica Universidad María Auxiliadora.
La variable independiente es el tratamiento recibido, que incluye cinco grupos: control negativo con discos impregnados con etanol al 96%, control positivo con discos impregnados con Fluconazol (25 µg), y extracto etanólico de Aloe vera en concentraciones del 50%, 75% y 100%. La variable dependiente es la actividad antifúngica, medida a través del diámetro del halo de inhibición del crecimiento de Trichophyton rubrum en milímetros (mm), evaluado con los criterios establecidos para Candida frente a fluconazol (25 µg), adaptados de la norma M44-A del CLSI [15]: un halo de inhibición ≥ 19 mm se considera sensible, entre 15 y 18 mm sensible dependiente de la dosis, y ≤ 14 mm resistente. Dado que el método de difusión con disco no es el método de referencia (gold standard) para hongos filamentosos, no existen puntos de corte oficiales para dermatofitos. Por ello, estos valores se aplicaron de manera extrapolada, como lo han hecho otros estudios [16], y deben interpretarse con cautela debido a la falta de criterios específicos para este grupo de hongos. Para la recolección de datos se empleó una ficha específica donde se registraron los diámetros de los halos obtenidos, mientras que la medición precisa se realizó con un vernier digital. El método utilizado fue el de Kirby-Bauer, en el cual discos impregnados con los tratamientos se colocaron sobre un medio de cultivo sólido (Agar Sabouraud) previamente inoculado con Trichophyton rubrum, y tras la incubación a 37°C durante 24, 48 y 72 horas, se midieron los halos formados.
La planta objeto de investigación fue Aloe vera (L.) Burn (sábila), un arbusto perenne con hojas suculentas y dentadas de 40 a 50 cm de largo y 5 a 8 cm de ancho, agrupadas en una roseta basal de hasta 20 hojas. Las plantas fueron recolectadas de manera manual en el centro poblado Santa Catalina, distrito de Chichas, provincia de Condesuyos, región andina de Arequipa, a una altitud de 1927 msnm. Se incluyeron plantas sanas y de color verde. Se excluyeron plantas deterioradas o marchitas, plantas con signos de contaminación (colores diferentes, infestadas por hongos o en aparente dete-rioro microbiano).
Se recolectaron 10 kg de pencas provenientes de una chacra local. De este total, 3 kg fueron seleccionados en buen estado, de los cuales 1,5 kg se destinaron a la identificación taxonómica en el Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos (constancia N° 186-2022), y 1,5 kg se emplearon para la obtención del extracto. Las hojas fueron lavadas con abundante agua y secadas a temperatura ambiente. Posteriormente, se cortaron para extraer el acíbar, obteniendo un líquido amarillento que sirvió como base para la preparación del extracto etanólico.
El extracto etanólico se preparó mediante maceración. En un recipiente de vidrio ámbar de 3 litros de capacidad, se colocaron 120 gramos de acíbar y se añadieron 1000 ml de etanol al 96%, asegurándose de cubrir completamente la muestra (2 cm por encima). La mezcla se dejó en reposo durante siete días, con agitación periódica cada 12 horas. Al término del periodo de maceración, la solución fue filtrada con papel filtro Whatman N°3 durante 90 minutos. Finalmente, el filtrado se concentró en una estufa a 40 °C durante un día, obteniendo 6,9 gramos de extracto seco.
El rendimiento del proceso fue calculado mediante la fórmula siguiente: Porcentaje (%) de rendimiento = (peso del extracto seco / peso de la droga seca y molida) × 100. Sustituyendo valores: % de rendimiento = (6,9 g / 120 g) × 100 = 5,75%.
Respecto a la preparación de la muestra microbiológica, se utilizó la cepa Trichophyton rubrum ATCC 28188 adquirida del laboratorio Gen Lab del Perú. Se incluyeron colonias con características macroscópicas y microscópicas similares. Se excluyeron la sque no tenían identificación ATCC o que estén contaminadas o con características atípicas.
La activación de las cepas se realizó según el protocolo de KWIK-STIK, liberando el líquido de hidratación y mezclándolo uniformemente. El hisopo se sumergió en el material hidratado y se transfirió a placas de Petri con medio de agar Sabouraud, donde se formaron rayas longitudinales para el aislamiento de colonias. Las placas se incubaron a 37 °C durante 24 horas.
El inóculo fue preparado utilizando tres tubos de ensayo con 3 ml de solución salina al 0.9% (NaCl). Se inocularon colonias de Trichophyton rubrum directamente en la solución y se homogenizaron en un vórtex, ajustando la turbidez a 0.5 en la escala McFarland (1.0 x 10^8 UFC/ml).
El agar Sabouraud, empleado como medio de cultivo, se preparó disolviendo 15,6 g de polvo en 240 ml de agua destilada. La mezcla fue calentada en baño maría hasta homogenizarse y vertida en 12 placas de Petri estériles, con un volumen de 20 ml por placa. Posteriormente, se esterilizó en autoclave a 121 °C durante 15 minutos y se dejó enfriar a 45-50 °C. Las placas fueron incubadas a 37 °C durante 24 horas para control de esterilidad antes de su uso.
El ensayo para determinar la actividad antifúngica del extracto etanólico de Aloe vera se llevó a cabo mediante el método de Kirby-Bauer. Primeramente, se realizó la inoculación, para lo cual se sembró el inóculo en las placas de agar Sabouraud mediante un hisopo esterilizado, dipersando el inóculo en líneas horizontales para cubrir toda la superficie. Las placas se dejaron reposar durante 15 minutos antes de añadir los discos impregnados.
Se utilizaron discos de papel filtro Whatman N°3 de 6 mm de diámetro, impregnados con diferentes concentraciones del extracto etanólico (50%, 75% y 100%). También se incluyeron discos de control negativo (etanol al 96%) y discos de control positivo (Fluconazol 25 µg), adquiridos comercialmente en un laboratorio comercial. Las placas fueron incubadas a 37 °C durante 24 horas. Posteriormente, se midieron los halos de inhibición formados alrededor de los discos utilizando un vernier digital. Los resultados se registraron en fichas diseñadas epecíficamente para este propósito.
Los datos obtenidos fueron analizados estadísticamente mediante la prueba de Kruskal-Wallis y comparaciones post hoc con la prueba de Dunn para evaluar diferencias significativas en los diámetros de los halos de inhibición entre los grupos experimentales. El análisis se realizó utilizando el software Stata versión 17. Adicionalmente, se calculó el porcentaje de efecto inhibitorio relativo (PEIR) para cada concentración del extracto etanólico de Aloe vera con la fórmula PEIR = (diámetro del halo del extracto/diámetro del halo del control positivo)*100, tomando como referencia el diámetro del halo del control positivo (Fluconazol).
El estudio cumplió con las normativas de bioseguridad de la OMS para la recolección, manipulación y eliminación de muestras biológicas, siguiendo además las Normas Técnicas MINSA/DGSP de Ética en la Investigación y de bioseguridad en el laboratorio clínico. Se tomaron medidas para evitar contaminación microbiológica, garantizar la seguridad del personal y la calidad del procedimiento. El estudio fue aprobado por la Universidad César Vallejo.
RESULTADOS
En cuanto al contenido de saponinas, se encontró una presencia moderada (++), respecto al pH, el extracto etanólico presentó un valor de 5,55 a una temperatura de 25 °C, lo que indica una naturaleza ligeramente ácida. En las pruebas de solubilidad, el extracto mostró alta solubilidad en etanol al 96 % (+++), seguido de etanol al 70 % (++), metanol (++), y agua destilada (+). En contraste, el extracto fue insoluble en cloruro de sodio al 0,9 %, acetona, cloroformo, acetato de etilo, éter de petróleo y n-hexano. En la Tabla 1 se evidencia la presencia abundante de flavonoides, compuestos fenólicos y saponinas, así como una moderada presencia de taninos, aminoácidos y cumarinas. También se detectó una leve presencia de alcaloides.
En la Tabla 2 se puede observar que, a las 24 horas, la mediana de los diámetros de los halos fue de 0 mm (RI: 0-0) para las concentraciones de 50% y agua destilada (ambas clasificadas como resistente), 4 mm (RI: 4-4) para 75% (resistente), 6 mm (RI: 5-6) para 100% (resitente), mientras que el Fluconazol mostró 16 mm (RI: 16-17), considerado sensible dependiente de la dosis. A las 48 horas, las medianas fueron de 0 mm (RI: 0-0) para 50% y agua destilada (resistente), 5 mm (RI: 4,5-5) para 75% (resistente), 10 mm (RI: 10-11) para 100% (resitente) y 22 mm (RI: 21-22) para el Fluconazol (sensible). Finalmente, a las 72 horas, las medianas fueron de 0 mm (RI: 0-0) para 50% y agua destilada (resistente), 6 mm (RI: 5,5-6) para 75% (resistente), 16 mm (RI: 15-16) para 100% (sensible-dependiente de la dosis) y 28 mm (RI: 27-28) para el Fluconazol (sensible).
En la Tabla 3 se puede observar que el análisis de Krukal-Wallis mostró diferencias significativas entre los grupos en todos los tiempos evaluados, con un valor global de p<0,001. En el análisis post hoc de Dunn, las comparaciones entre el extracto al 50% y fluconazol presentaron diferencias significativas a las 24, 48 y 72 horas (p=0,002 en todos los casos), al igual que entre el extracto al 50% y el extracto al 100% a partir de las 24 horas (p=0,028 a 24 horas; p=0,020 a 48 y 72 horas). También se identificaron diferencias significativas entre fluconazol y agua destilada en todos los tiempos y en el análisis global (p=0,002 a 24, 48 y 72 horas; p<0,001 en el global). En el análisis global, se observaron diferencias significativas entre el extracto al 50% y el 75% (p=0,010), y entre el extracto al 100% y agua destilada (p<0,001).
Tabla 1. Resultados de la marcha fitoquímica del extracto etanólico del acíbar de Aloe vera (L.) Burn
| Principio Activo | Nombre de la reacción | Resultado | Coloración o precipitado |
|---|---|---|---|
| Flavonoides | Reacción de Shinoda | +++ | Rojo anaranjado |
| Reacción con Pb(CH₃COO)₂ | ++ | Solución turbia color amarilloopaco | |
| Compuestos fenólicos | Cloruro férrico al 5% | +++ | Verde negruzco |
| Taninos | Gelatina salada | ++ | Precipitado blanco |
| Aminoácidos | Reacción con Ninhidrina | ++ | Coloración violeta |
| Saponinas | Test afrosimétrico | +++ | Espuma con permanenciamayor de 30 minutos |
| Cumarinas | Reacción con NaOH al 10% | ++ | Precipitado amarillo |
| Alcaloides | Reacción Dragendorff | + | Coloración naranja |
| Reacción Mayer | + | Precipitado blanco | |
| Reacción Wagner | + | Coloración marrón |
+++: Muy abundante. ++: Abundante. +: Moderado. +/-: Escaso.-: Ausencia.
Tabla 2. Lecturas de los diámetros de los halos de inhibición (mm) por concentración del extracto y tiempo
| Concentración del extracto* | |||||
|---|---|---|---|---|---|
| Tiempo | 50% | 75% | 100% | Fluconazol | Agua destilada |
| 24 horas (Lectura 1) | 0 | 4 | 4 | 16 | 0 |
| 24 horas (Lectura 2) | 0 | 4 | 6 | 16 | 0 |
| 24 horas (Lectura 3) | 0 | 4 | 6 | 18 | 0 |
| Mediana (RI) 24 horas | 0 (0-0) | 4 (4-4) | 6 (5-6) | 16 (16-17) | 0 (0-0) |
| 48 horas (Lectura 1) | 0 | 4 | 10 | 20 | 0 |
| 48 horas (Lectura 2) | 0 | 5 | 10 | 22 | 0 |
| 48 horas (Lectura 3) | 0 | 5 | 12 | 22 | 0 |
| Mediana (RI) 48 horas | 0 (0-0) | 5 (4,5-5) | 10 (10-11) | 22 (21-22) | 0 (0-0) |
| 72 horas (Lectura 1) | 0 | 5 | 14 | 26 | 0 |
| 72 horas (Lectura 2) | 0 | 6 | 16 | 28 | 0 |
| 72 horas (Lectura 3) | 0 | 6 | 16 | 28 | 0 |
| Mediana (RI) 72 horas | 0 (0-0) | 6 (5,5-6) | 16 (15-16) | 28 (27-28) | 0 (0-0) |
| Mediana (RI) global | 0 (0-0) | 5 (4-5) | 10 (6-14) | 22 (18-26) | 0 (0-0) |
Tabla 3. Resumen de valores de p para la prueba de Kruskal–Wallis y post hoc de Dunn para la comparación entre los grupos
| Tiempo | Análisis realizado | Comparación* | Valor de p |
|---|---|---|---|
| 24 horas | Kruskal-Wallis | Entre todos los grupos | 0,009 |
| Post hoc (Dunn) | 50% vs. 75% | 0,085 | |
| 50% vs. 100% | 0,028 | ||
| 50% vs. Fluconazol | 0,002 | ||
| 50% vs. Agua destilada | 0,500 | ||
| 75% vs. 100% | 0,292 | ||
| 75% vs. Fluconazol | 0,066 | ||
| 75% vs. Agua destilada | 0,085 | ||
| 100% vs. Fluconazol | 0,169 | ||
| 100% vs. Agua destilada | 0,028 | ||
| Fluconazol vs. Agua destilada | 0,002 | ||
| 48 horas | Kruskal-Wallis | Entre todos los grupos | 0,008 |
| Post hoc (Dunn) | 50% vs. 75% | 0,109 | |
| 50% vs. 100% | 0,020 | ||
| 50% vs. Fluconazol | 0,002 | ||
| 50% vs. Agua destilada | 0,500 | ||
| 75% vs. 100% | 0,206 | ||
| 75% vs. Fluconazol | 0,050 | ||
| 75% vs. Agua destilada | 0,109 | ||
| 100% vs. Fluconazol | 0,206 | ||
| 100% vs. Agua destilada | 0,020 | ||
| Fluconazol vs. Agua destilada | 0,002 | ||
| 72 horas | Kruskal-Wallis | Entre todos los grupos | 0,008 |
| Post hoc (Dunn) | 50% vs. 75% | 0,109 | |
| 50% vs. 100% | 0,020 | ||
| 50% vs. Fluconazol | 0,002 | ||
| 50% vs. Agua destilada | 0,500 | ||
| 75% vs. 100% | 0,206 | ||
| 75% vs. Fluconazol | 0,050 | ||
| 75% vs. Agua destilada | 0,109 | ||
| 100% vs. Fluconazol | 0,415 | ||
| 100% vs. Agua destilada | 0,020 | ||
| Fluconazol vs. Agua destilada | 0,002 | ||
| Global | Kruskal-Wallis | Entre todos los grupos | <0,001 |
| Post hoc (Dunn) | 50% vs. 75% | 0,010 | |
| 50% vs. 100% | <0,001 | ||
| 50% vs. Fluconazol | <0,001 | ||
| 50% vs. Agua destilada | 0,500 | ||
| 75% vs. 100% | 0,122 | ||
| 75% vs. Fluconazol | 0,003 | ||
| 75% vs. Agua destilada | 0,010 | ||
| 100% vs. Fluconazol | 0,061 | ||
| 100% vs. Agua destilada | <0,001 | ||
| Fluconazol vs. Agua destilada | <0,001 |
* Extracto etanólico de acíbar de Aloe vera
En la tabla se observa el PEIR del extracto etanólico de Aloe vera en relación con el control positivo (Fluconazol). A una concentración del 50%, el extracto no mostró efecto inhibitorio (PEIR: 0,00%). Para las concentraciones del 75% y 100%, los valores de PEIR fueron 21,91% y 47,96%, respectivamente. (Tabla 4)
Tabla 4. Porcentaje de efecto inhibitorio relativo respecto al control positivo
| Concentración del extracto* | Promedio del diámetro del halo (mm) | Control positivo (Fluconazol, mm) | PEIR (%) |
|---|---|---|---|
| 50% | 0 | 21,77 | 0,00 |
| 75% | 4,77 | 21,77 | 21,91 |
| 100% | 10,44 | 21,77 | 47,96 |
Extracto etanólico de acíbar de Aloe vera
DISCUSIÓN
La actividad antifúngica observada a una concentración del 100% del extracto etanólico de acíbar de Aloe vera sobre Trichophyton rubrum representa un resultado notable en el contexto de la búsqueda de alternativas terapéuticas de origen natural. En comparación, Bhatnagar et al. reportaron una alta actividad antifúngica del extracto metanólico de gel de Aloe vera contra especies de Aspergillus, mostrando la versatilidad de los extractos de esta planta frente a hongos filamentosos [10]. Sin embargo, las diferencias en el tipo de hongo evaluado y el solvente utilizado podrían explicar las variaciones en la magnitud y espectro de la actividad antifúngica. Estos resultados subrayan la importancia de evaluar diferentes partes de la planta y solventes para optimizar su potencial terapéutico. El efecto significativo del extracto etanólico de Aloe vera sobre Trichophyton rubrum, un hongo dermatofítico clínicamente relevante, indica que este extracto tiene potencial como una opción accesible y natural en el manejo de infecciones dermatofíticas. Sin embargo, se requiere cautela al considerar su desarrollo terapéutico, ya que son necesarios estudios adicionales para confirmar su eficacia, seguridad y viabilidad en contextos clínicos, especialmente en comunidades con acceso limitado a terapias convencionales.
Por otro lado, el estudio de Bahekar et al. mostró que un extracto hidroalcohólico de gel y hojas de Aloe barbadensis fue efectivo contra Candida albicans, alcanzando zonas de inhibición comparables a un gel comercial de clotrimazol [17]. Aunque el hongo objetivo y el tipo de extracto son diferentes, el resultado reafirma el potencial antifúngico de los compuestos bioactivos presentes en Aloe. De manera similar, Pouyafard et al. encontraron que un extracto hidroalcohólico al 75% de hojas de Aloe vera presentó una actividad superior a la nistatina contra C. albicans [18]. Desde una perspectiva clínica, el conjunto de resultados presentados refuerza la viabilidad de los extractos de Aloe como antifúngicos naturales. No obstante, la actividad diferencial obser-vada entre dermatofitos y levaduras enfatiza la necesidad de etudios adicionales para entender las variaciones en el mecanismo de acción frente a diferentes grupos de hongos.
Soto Chochocca et al. evaluaron un extracto hidroalcohólico completo de Aloe vera, observando una reducción en la incidencia de Moniliophthora roreri y un incremento en el peso de los frutos [19]. Aunque este estudio se enfoca en hongos fitopatógenos, resalta la capacidad antifúngica versátil de los compuestos en Aloe vera. El uso de extractos de Aloe para aplicaciones médicas y agrícolas podría fomentar su integración en prácticas sostenibles, maximizando el valor de esta planta tanto en la salud humana como en la protección de cultivos [20].
El uso de los puntos de corte diseñados para Candida en la evaluación de Trichophyton rubrum es metodológicamente problemático debido a las diferencias intrínsecas en sus características fisiológicas y patrones de crecimiento. Mientras que Candida es una levadura de rápido crecimiento y metabolismo uniforme, T. rubrum es un hongo filamentoso que presenta un crecimiento más lento y heterogéneo, influenciado por la formación de hifas y conidios. Estas diferencias alteran la interacción con los agentes antifúngicos y la dinámica de difusión en los medios de cultivo. Por ejemplo, los hongos filamentosos, como T. rubrum, requieren un ajuste más preciso del inóculo mediante recuento de conidios en cámara de Neubauer, dado que sus elementos hifales pueden afectar la uniformidad del ensayo. Además, el uso de puntos de corte para Candida no considera parámetros como las concentraciones mínimas inhibitorias (CMI), relevantes para evaluar el crecimiento hifal aberrante en dermatofitos [15, 16]. Sin embargo, dada la ausencia de puntos de corte específicos para Trichophyton rubrum y considerando la necesidad de obtener una evaluación preliminar de la actividad antifúngica, la extrapolación de los valores de Candida proporciona una referencia útil, aunque limitada, para interpretar los resultados y guiar investigaciones futuras [16].
Este estudio presenta varias limitaciones que deben considerarse al interpretar los resultados. El rendimiento del extracto etanólico de Aloe vera fue relativamente bajo (5,75%), lo que podría afectar tanto la reproducibilidad como la escalabilidad del proceso, destacando la necesidad de optimizar los métodos de extracción para maximizar su eficiencia. Además, el método de difusión en disco, aunque ampliamente utilizado por su simplicidad y costo-efectividad, no se alinea con los lineamientos del CLSI para hongos filamentosos y carece de puntos de corte oficiales para Trichophyton rubrum, lo que llevó al uso de categorías de sensibilidad empíricas. Esto introduce una subjetividad en la interpretación de los resultados, aunque el método fue adecuado como evaluación preliminar de la actividad antifúngica. También es importante señalar que no se determinaron las CMI mediante microdilución en caldo, considerado el estándar de referencia (gold standard) para hongos filamentosos, lo que limita la comparabilidad directa con otros estudios [15]. Por tanto, estos hallazgos deben interpretarse con cautela y validarse en investigaciones futuras que incluyan protocolos estandarizados, análisis de CMI y evaluación con múltiples cepas clínicas para garantizar la robustez y generalización de los resultados.
Se concluye que el extracto etanólico de acíbar de Aloe vera (L.) Burn mostró actividad antifúngica in vitro frente a Trichophyton rubrum ATCC 28188, evidenciada por la formación de halos de inhibición a una concentración del 100%, especialmente a partir de las 48 horas de incubación. Los resultados indicaron que el extracto al 100% presentó diferencias significativas respecto al control negativo (agua destilada) en todos los tiempos evaluados, mostrando una inhibición importante. No obtante, su actividad fue menor en comparación con el control positivo (fluconazol), que evidenció una inhibición más pronunciada. Estos hallazgos sugieren que el extracto de Aloe vera podría tener un potencial como agente antifúngico, aunque se requieren estudios adicionales para confirmar su eficacia y evaluar su aplicabilidad clínica.
